ВЕСТНИК
Башкирского университета

ENGLISH
Главная Авторам Рецензентам Выпуски журнала Редколлегия Редакция Загрузить статью Подписка ISSN 1998-4812

Архив | Том 23, 2018, No. 3.

СРАВНЕНИЕ АМИНОКИСЛОТНЫХ ПОСЛЕДОВАТЕЛЬНОСТЕЙ КОММЕРЧЕСКИХ ДНК-ПОЛИМЕРАЗ

Download
  • © О. И. Машков

    Институт биохимии и генетики УФИЦ РАН

    Россия, Республика Башкортостан, 450054 г. Уфа, пр. Октября, 71

  • © Р. Р. Гарафутдинов

    Институт биохимии и генетики УФИЦ РАН

    Россия, Республика Башкортостан, 450054 г. Уфа, пр. Октября, 71

В настоящее время одним из главных методов молекулярной биологии и генетики является амплификация нуклеиновых кислот, которую осуществляют с помощью ДНК-полимераз. Коммерчески доступны ДНК-полимеразы с различными свойствами, обусловленными их происхождением и структурой. Понимание влияния аминокислотной последовательности на специфическую активность фермента способствует отбору полимераз с искомыми качествами. В данной работе проведено сравнение 18 ДНК-полимераз представителей надцарств Бактерии, Археи и Вирусы. Их аминокислотные последовательности формируют на филогенетическом древе три четких ветви. Сравнение полимеразных доменов внутри надцарства Бактерии показало консервативность полимеразного домена, особенно в районах, прилежащих к активному центру. Выявленные особенности первичной структуры могут способствовать лучшему пониманию особенностей характера амплификации нуклеиновых кислот при использовании бактериальных ДНК-полимераз.

Ключевые слова:

  • ДНК-полимераза
  • аминокислотная последовательность
  • амплификация нуклеиновых кислот
  • полимеразный домен
  • активный сайт
  • DNA polymerase
  • amino acid sequence
  • nucleic acids amplification
  • polymerase domain
  • active site

ЛИТЕРАТУРА

  1. Zhang L., Kang M., Xu J., Huang Y. Archaeal DNA polymerases in biotechnology // Appl. microbiol. biotechnol. 2015. Vol. 99. P. 6585-6597.
  2. McInerney P., Adams P., Hadi M. Z. Error rate comparison during polymerase chain reaction by DNA polymerase // Mol. biol. int. 2014.
  3. Ollis D. L., Brick P., Hamlin R., Xuong N. G., Steitz T. A. Structure of large fragment of Escherichia coli DNA polymerase I complexed with dTMP // Nature. 1985. Vol. 313. No. 6005. P. 762.
  4. Saiki R. K., Gelfand D. H., Stoffel S., Scharf S. J., Higuchi R., Horn, G. T., Mullis K. B., Erlich H. A. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase // Science. 1988. Vol. 239. P. 487-491.
  5. Al-Soud W. A., Rådström P. Purification and characterization of PCR-inhibitory components in blood cells // J. clin. microbiol. 2001. Vol. 39. No. 2. P. 485-493.
  6. Nakamura L. K., Blumenstock I., Claus D. Taxonomic Study of Bacillus coagulans Hammer 1915 with a Proposal for Bacillus smithii sp. nov. // Int. J. Sys. and Evolut. Microbiol. 1988. Vol. 38. No. 1. P. 63-73.
  7. Woźniakowski G., Kozdruń W., Samorek-Salamonowicz E. Loop-mediated isothermal amplification for the detection of goose circovirus // Virol. J. Vol. 9. No. 1. P. 110.
  8. Zhao Y., Zhou L., Tang Z. Cleavage-based signal amplification of RNA // Nature commun. 2013. Vol. 4. P. 1493.
  9. Santiago-Felipe S., Tortajada-Genaro L. A., Puchades R., Maquieira A. Recombinase polymerase and enzyme-linked immunosorbent assay as a DNA amplification-detection strategy for food analysis // Anal. chim. act. 2014. Vol. 811. P. 81-87.
  10. Nazina T. N., Tourova T. P., Poltaraus A. B., Novikova E. V., Grigoryan A. A., Ivanova A. E.,.. Ivanov M. V. Taxonomic study of aerobic thermophilic bacilli: descriptions of Geobacillus subterraneus gen. nov., sp. nov. and Geobacillus uzenensis sp. nov. from petroleum reservoirs and transfer of Bacillus stearothermophilus, Bacillus thermocatenulatus, Bacillus thermoleovorans, Bacillus kaustophilus, Bacillus thermodenitrificans to Geobacillus as the new combinations G. stearothermophilus, G. th. // Int. J. system. and evol. microbiol. 2001. Vol. 51. No. 2. P. 433-446.
  11. Oscorbin I. P., Boyarskikh U. A., Filipenko M. L. Large fragment of DNA polymerase I from Geobacillus sp. 777: cloning and comparison with DNA polymerases I in practical applications // Mol. biotechnol. 2015. Vol. 57. No. 10. P. 947-959.
  12. Oscorbin I. P., Belousova E. A., Boyarskikh U. A., Zakabunin A. I., Khrapov E. A., Filipenko M. L. Derivatives of Bst-like Gss-polymerase with improved processivity and inhibitor tolerance // Nucleic Acids Res. 2017. Vol. 45. No. 16. P. 9595-9610.
  13. Lundberg K. S., Shoemaker D. D., Adams M. W., Short J. M., Sorge J. A., Mathur E. J. High-fidelity amplification using a thermostable DNA polymerase isolated from Pyrococcus furiosus // Gene. 1991. Vol. 108. No. 1. P. 1-6.
  14. Terpe K. Overview of thermostable DNA polymerases for classical PCR applications: from molecular and biochemical fundamentals to commercial systems // Ap. microbiol. and biotechnol. 2013. Vol. 97. No. 24. P. 10243-10254.
  15. Dąbrowski S., Kur J. Cloning and expression in Escherichia coli of the recombinant His-tagged DNA polymerases from Pyrococcus furiosus and Pyrococcus woesei // Prot. expres. and purif. 1998. Vol. 14. No. 1. P. 131-138.
  16. Neuner A., Jannasch H. W., Belkin S., Stetter K. O. Thermococcus litoralis sp. nov.: a new species of extremely thermophilic marine archaebacteria // Arch. microbiol. 1990. Vol. 153. No. 2. P. 205-207.
  17. Miroshnichenko M. L., Gongadze G. M., Rainey F. A., Kostyukova A. S., Lysenko A. M., Chernyh N. A., Bonch-Osmolovskaya E. A. Thermococcus gorgonarius sp. nov. and Thermococcus pacificus sp. nov.: heterotrophic extremely thermophilic archaea from New Zealand submarine hot vents // Int. J. System. and Evolut. Microbiol. 1998. Vol. 48. No. 1. P. 23-29.
  18. Greenough L., Menin J. F., Desai N. S., Kelman Z., Gardner A. F. Characterization of family D DNA polymerase from Thermococcus sp. 9 N // Extremophiles. 2014. Vol. 18. No. 4. P. 653-664.
  19. Lipps G., Röther S., Hart C., Krauss G. A novel type of replicative enzyme harbouring ATPase, primase and DNA polymerase activity // The EMBO J. 2003. Vol. 22. No. 10. P. 2516-2525.
  20. Paez J. G., Lin M., Beroukhim R., Lee J. C., Zhao X., Richter D. J.,.. Sellers W. R. Genome coverage and sequence fidelity of ϕ29 polymerase-based multiple strand displacement whole genome amplification // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. No. 9. P. 71.
  21. Engler M. J., Lechner R. L., Richardson C. C. Two forms of the DNA polymerase of bacteriophage T7 // J. Biol. Chem. 1983. Vol. 258. No. 18. P. 11165-11173.
  22. Davidson J. F., Fox R., Harris D. D., Lyons-Abbott S., Loeb L. A. Insertion of the T3 DNA polymerase thioredoxin binding domain enhances the processivity and fidelity of Taq DNA polymerase // Nucleic Acids Res. 2003. Vol. 31. No. 16. P. 4702-4709.
  23. Berman H. M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T. N., Weissig H., Shindyalov I. N., Bourne P. E. The Protein Data Bank // Nucleic Acids Res. 2000. Vol. 28. P. 235-242.

Copyright © Вестник Башкирского университета 2010-2019